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Wir zeigen dir hier regelmäßig den Projektfortschritt, du kannst das Team hinter dem Projekt kennenlerenen und “behind the scenes” Einblicke in unseren Laboralltag gewinnen. Wenn dir irgendwas unklar ist, schau doch mal in unsere Hintergrundwissen-Sektion, oder schreib uns einfach eine Mail mit deiner Frage. Alternativ kannst du uns auch auf Instagram folgen und uns dort kontaktieren.
Im Rahmen eines Chemiepraktikums haben wir den kompletten Workflow von Probennahme zu Analyse der in den Proben enthaltenen DNA und der Elemente an drei Nachmittagen durchgeführt. Das hat viel Spaß gemacht - ein erfolgreicher Testlauf! Jetzt fangen wir an, die Kits zu verteilen und Ende Mai stehen dann schon die ersten Schulbesuche an.
Nächste Woche händigen wie die ersten 15 Kits an Studierende an der Uni aus. Deshalb haben Kora und Sophie ein Packvideo im Zeitraffer gedreht (Reel auf Instagram) - auf den Bildern oben siehst du, wie sie alle Inhalte der Probenkits auf einem Tisch sortiert aufgereiht haben, sodass im Video nur noch die Beutel mit Barcodes beklebt werden und die Beutel befüllt werden mussten.
Das finale Probendesign haben diese Kits übrigens noch nicht, denn der Flyer und die QR Codes zum Fragebogen fehlen noch.
Letzte Woche haben wir uns wieder an der Elementanalyse mit ICP-OES versucht. Um den Gehalt der Seltenerdelemente im Boden genau zu bestimmen, benutzen wir nun die zehnfache Menge an Bodenprobe. Nach unserem letzten Eintrag verwendeten stellten wir fest, dass die Ergebnisse zwischen Replikaten derselben Probe bei geringen Mengen nicht vergleichbar sind. Das stellt uns vor ein neues Problem: 250mg lassen sich nicht vollständig aufschließen. Wir werden weiter experimentieren, um das Problem zu lösen!
Um zu sehen, welche Seltenerdelemente in der Bodenprobe vorkommen, bedienen wir uns der ICP-OES Methode - das steht für “Induktiv gekoppeltes Plasma - Optische Emmissionsspektrometie”. Diese Technik beruht auf der Eigenschaft von Atomen, bei Anregung durch eine Energiequelle in einen höheren energetischen Zustand versetzt zu werden, und beim Abfallen in den Ursprungszustand Licht zu emmittieren. Die Energiequelle ist hier ein Argonplasma, das Temperaturen von fast 10 000 °C erreicht. Jedes chemische Element hat dabei eine charakteristischen Strahlung, und wenn man sich nun das Bodenprobe anschaut, kann man die vorhandenen Emmissionen mit den spezifischen Emissionen der Elemente vergleichen und dann Rückschlüsse auf die Zusammensetzung der Probe ziehen.
Wenn das jetzt ein bisschen komplex klingt, kannst du dir das auch anders vorstellen: Wenn du mittags in der Mensa Nahrung zu dir nimmst, erhöhst du dein Energielevel. Du nimmst dabei Energie in genau derselben Form wie deine Mitschüler*innen auf, weil es für euch alle in etwa dasselbe Essen gibt. Diese Energie wirst du dann im Laufe des weiteren Tages wieder los, indem du verschiedene Aktivitäten ausführst (Freunde, Sport, Hausaufgaben, etc.), bis du abends wieder ein niedriges Energielevel erreicht hast. Wie du den Nachmittag verbringst, ist dabei höchst individuell - obwohl du und deine Mitschüler*innen dasselbe Mittagessen (also dieselbe Energieaufnahme) hattet. So ist das auch mit der optischen Emmission: jedem Element in der Probe wird durch das Argosplasma dieselbe Energie zugeführt, aber die Lichtfarben, die beim Absinken des Energielevels entstehen, sind für jedes Element charakteristisch.
Die für die Durchführung einer quantitativen PCR (qPCR) benötigten Standards haben wir im letzten Blogpost hergestellt. Jetzt stand die tatsächliche Durchführung der qPCR an: diese findet komplett innerhalb einer kleinen Maschine statt, die in schneller Abfolge die Temperatur der Proben zwischen 53°C und 95°C variiert. Das funktioniert ähnlich wie bei einer PCR, nur dass hier ein Farbstoff dazugegeben wird, der mit DNA fluoresziert: je mehr DNA-Stränge im Laufe der PCR also produziert werden, desto stärker wird die Fluoreszenz. Indem man jetzt Proben mit bekannter Konzentration an DNA (sogenannte Standards) mitlaufen lässt, kann man am Ende die Fluoreszenz vergleichen und auf die unbekannte Konzentration in der Bodenprobe rückschließen.
Wie wollen demnächst eine quantitative Bestimmung der Anzahl von methylotrophen Bakterien im Verhältnis zur Gesamtzahl an Bakterien durchführen (Methode: qPCR). Das machen wir, indem wir das für methylotrophe Bakterien spezifische xoxF Gen ins Verhältnis zu dem in allen Bakterien präsenten 16S Gen zu setzen.
Das funktioniert leider nicht so wie das Zählen von Äpfeln und Birnen, denn wir können die Genzahl nur indirekt bestimmen. Du kannst dir das wie eine bei einer alten Waage vorstellen: auf der auf der einen Seite liegt ein Referenzgewicht, und auf der anderen Seite eine Gegenstand unbekannter Masse. Das unbekannte Gewicht lässt sich nun im Verhältnis zu Gewichten bekannter Masse bestimmen, und man kann daraus auf das unbekannte Gewicht zurückschließen. Im Labor stellen wir anstatt von Referenzgewichen Proben mit bekannter enthaltener Genanzahl her, beispielsweise 108, 107, 106, … Kopien von xoxF. Später können wir bei der qPCR dann bestimmen, wie viele Gene in unserer Probe enthalten sind.
Unsere “Referenzgewichte”, genannt Standards, haben wir diese Woche hergestellt. Dafür haben wir das Zielgen auf einem Vektor ins Bakterium E. Coli eingebracht. Einen Vektor kannst du dir wie einen Fahrstuhl ins Innere der Zelle vorstellen, und E. Coli JM109 ist ein Klonierstamm, das heißt, die Bakterien können DNA in Form eines Plasmids (kreisförmige DNA) vervielfältigen. Man kann diese dann zurückgewinnen, indem man die Baktierenhüllen aufbricht und die Plasmide daraus extrahiert - und dann Standards bekannter Konzentration machen.
Das gute Wetter am Wochenende haben Sophie und Kora ausgenutzt, um Bilder für unsere Social-Media Auftritte zu generieren. Die starten nämlich bald - also stell sicher, dass du uns auch folgst! Unseren Insta-Account findest du in der Seitenleiste verlinkt.
Kora und Carl-Eric haben vergangene Woche die erste PCR (englisch: Polymerase Chain Reaction) im Labor gemacht. Dabei wird die DNA in den Bodenproben genommen, und spezifisch nur das xoxF Gen vermehrt, das für das SEE-nutzende Enzym MDH codiert.
Wenn das PCR-Produkt in ein Agarosegel geladen wird und 45min bei 80 V in einer Gelelektrophoresekammer unter Spannung liegt, teilt sich die DNA ihrer Größe nach in unterschiedliche Banden auf. Die Größe des xoxF Gens ist bekannt, sodass wir die Banden dem Gen zuweisen können. Können wir nach der Belichtung eine dicke Bande der richtigen DNA-Größe im Agarosegel erkennen, wissen wir, dass in der Bodenprobe das xoxF Gen enthalten war (das sieht dann so ähnlich aus wie im Foto vom letzten Eintrag).
Im nächsten Schritt kann man die Anzahl an Bakterien mit xoxF Gen dann auch quantifizieren - für uns steht das nächste Woche an. Wenn man im Gel dagegen nichts erkennt, kann man ausschließen, dass im Boden SEE-nutzende Bakterien lebten.
Erste Analysen
Die in der Winterpause gesammelten Proben sind bereit für erste Analysen. Dabei hat Kora in einem mehrschrittigen Prozess die Bodenproben erst sehr klein zermüllert, sodass die darin enthaltenen Zellen aufbrechen und die DNA freigeben. Dann hat sie die DNA aus dem Boden extrahiert, und in einem Agarosegel per Gelelektrophorese sichtbar gemacht.
Nächste Woche wird sie dann eine PCR (englisch: Polymerase Chain Reaction) laufen lassen. Bei einer PCR kann man Gene, für die auf der DNA codiert sind, vervielfältigen.
Kick-off meeting
Am vorletzten Mittwoch im Dezember hatten wir unser erstes Projektmeeting. Dabei haben wir erstmal organisatorische Details und Fragestellungen besprochen: wie gestalten wir unsere mediale Präsenz? Wie können wir die Motivation und die Lernkurve von Teilnehmenden beobachten? Welche Probenaufbereitungsschritte brachen wir für die Proben im Labor?
Um Schritt für Schritt festen Fuß im Projekt zu fassen, haben wir beschlossen, über die Winterpause selbst Proben zu nehmen und diese dann im Labor zu analysieren. Auf den Fotos oben sieht maneine Probennahme im Volksgarten in Düsseldorf, und wie die Proben danach bei uns aussehen.